Publikationsserver der Universitätsbibliothek Marburg

Titel:Die P-loop ATPase MipZ - Mechanismus der Bildung eines Proteingradienten in einer prokaryotischen Zelle
Autor:Kiekebusch, Daniela
Weitere Beteiligte: Thanbichler, Martin (Prof. Dr.)
Veröffentlicht:2011
URI:https://archiv.ub.uni-marburg.de/diss/z2011/0657
URN: urn:nbn:de:hebis:04-z2011-06574
DOI: https://doi.org/10.17192/z2011.0657
DDC:570 Biowissenschaften, Biologie
Titel (trans.):The P-loop ATPase MipZ - mechanism of protein gradient formation in a prokaryotic cell
Publikationsdatum:2011-12-19
Lizenz:https://rightsstatements.org/vocab/InC-NC/1.0/

Dokument

Schlagwörter:
Min-System, Soj, Min system, Soj, DNA partitioning protein, Zellskelett, FtsZ, FtsZ, ParA-like ATPase, DNA-Segregationssystem, ParA-ähnliche ATPase

Zusammenfassung:
Biologische Systeme, sei es auf zellulärer oder einer höher geordneten Ebene, zeichnen sich durch eine erstaunliche Komplexität aus. Diese beruht unter anderem auf der räumlichen Heterogenität regulatorischer Schlüsselkomponenten. Das wohl am besten untersuchte Beispiel stellen extrazelluläre Morphogene dar, die in multizellulären Organismen durch Ausbildung eines auf Diffusion basierenden Konzentrationsgradienten zahlreiche Entwicklungsprozesse regulieren. Dieses Muster setzt sich in Eukaryoten auf der zellulären Ebene fort, wo Konzentrations- und Phosphorylierungsgradienten sowie Ran-GTP-Gradienten an der Homöostase der Zellgröße, der Regulation der Chromosomensegregation, der Zellteilung, der Adhäsion und der Zellmigration beteiligt sind. Lange Zeit wurde davon ausgegangen, dass solche Gradienten in prokaryotischen Organismen aufgrund ihrer geringen Größe nicht aufrecht erhalten werden können. Heutzutage ist jedoch bekannt, dass diffusionsbasierte Phosphorylierungsgradienten in Bakterien sowohl an der räumlichen Organisation der Zelle als auch an der Etablierung einer Asymmetrie beteiligt sind. Die Existenz eines statischen Konzentrationsgradienten in Bakterien wurde durch die Entdeckung und funktionelle Charakterisierung des MipZ-Proteins gezeigt. Diese orphan P-loop-ATPase bildet in dem α-Proteobakterium C. crescentus einen bipolaren Gradienten aus, welcher die Positionierung der Teilungsebene kontrolliert. MipZ interagiert mit dem parS/ParB-Nukleoproteinkomplex in der Nähe des chromosomalen Replikationsursprungs. Nach Eintritt in die S-Phase werden die replizierten Ursprünge getrennt und an den beiden Zellpolen verankert. Als Resultat bildet MipZ einen Konzentrationsgradienten aus, dessen Maxima in den polaren Bereichen liegen und dessen Minimum sich in der Zellmitte befindet. Da MipZ ein Inhibitor der Z-Ring-Assemblierung ist, beschränkt es auf diese Weise die Positionierung der Teilungsebene auf die Mitte der Zelle. In der vorliegenden Arbeit wurde der dem Konzentrationsgradienten von MipZ zugrundeliegende Mechanismus charakterisiert. Unter Zuhilfenahme von Substitutionsvarianten, die den ATPase-Zyklus von MipZ auf der Ebene der Nukleotidbindung, der ATP-abhängigen Dimerisierung oder der ATP-Hydrolyse unterbrechen, konnte gezeigt werden, dass die Grundlage des Gradienten ein durch die ATPase-Aktivität kontrollierter Wechsel zwischen einer monomeren und einer dimeren Form ist, welche unterschiedliche Interaktionsnetzwerke und als Folge dessen abweichende Mobilitäten in vivo zeigen. Monomeres MipZ interagiert mit ParB und wird dadurch zu den Polen rekrutiert, wohingegen dimeres MipZ die biologisch aktive Form darstellt, die mit FtsZ interagiert. Darüber hinaus bindet das MipZ-Dimer an das Nukleoid, wodurch es in seiner Beweglichkeit gegenüber dem Monomer eingeschränkt wird. Da MipZ-Monomere durch die Interaktion mit ParB in den polaren Bereichen konzentriert werden, erfolgt die Dimerisierung mit großer Wahrscheinlichkeit am Pol. Von dort ausgehend diffundieren Dimere, verlangsamt durch ihre Assoziation mit der DNA, in Richtung Zellmitte, so dass der Gradient als eine asymmetrische Verteilung von MipZ-Dimeren betrachtet werden kann. Eine mathematische Modellierung des Systems auf Grundlage der experimentellen Daten könnte dieses Modell unterstützen. Ferner ist eine nähere Betrachtung der MipZ-FtsZ-Interaktion von besonderem Interesse, vor allem mit Hinblick auf die ebenfalls nur ungenügend verstandene Interaktion von FtsZ mit MinC, welches der Inhibitor der polaren Z-Ring-Assemblierung in E. coli und B. subtilis ist. Ein Sequenzvergleich mit weiteren P-loop-ATPasen zeigte, dass sich MipZ in die Mrp/MinD-Familie von P-loop-ATPasen einordnen lässt. Mitglieder dieser Familie sind an der Regulierung diverser zellulärer Abläufe beteiligt, wie z. B. Stickstofffixierung, Chromosomensegregation und Zellteilung. Eine eingehende phylogenetische Analyse von MipZ-Homologen veranschaulichte, dass diese eine distinkte, bisher nicht definierte Unterfamilie der Mrp/MinD-Proteine bilden, die am nächsten mit den in der Chromosomensegregation involvierten ParA/Soj-Proteinen verwandt ist. Mikrobielle Genome kodieren zahlreiche weitere orphan P-loop-ATPasen und es bleibt abzuwarten, wo sich diese einordnen lassen und welche Funktionen sie übernehmen.

Bibliographie / References

  1. Salje J, and Lowe J (2008) Bacterial actin: architecture of the ParMRC plasmid DNA partitioning complex. EMBO J 27, 2230-2238
  2. Tonthat NK, Arold ST, Pickering BF, Van Dyke MW, Liang S, Lu Y, Beuria TK, Margolin W, and Schumacher MA (2011) Molecular mechanism by which the nucleoid occlusion factor, SlmA, keeps cytokinesis in check. EMBO J 30, 154-164
  3. Stamatakis A, Hoover P, and Rougemont J (2008) A rapid bootstrap algorithm for the RAxML web servers. Syst Biol 57, 758-771
  4. Thanbichler M, Iniesta AA, and Shapiro L (2007) A comprehensive set of plasmids for vanillate-and xylose-inducible gene expression in Caulobacter crescentus. Nucleic Acids Res 35, e137 198.
  5. Wu LJ, Ishikawa S, Kawai Y, Oshima T, Ogasawara N, and Errington J (2009) Noc protein binds to specific DNA sequences to coordinate cell division with chromosome segregation. EMBO J 28, 1940-1952
  6. Scheffers DJ, de Wit JG, den Blaauwen T, and Driessen AJ (2002) GTP hydrolysis of cell division protein FtsZ: evidence that the active site is formed by the association of monomers. Biochemistry 41, 521-529
  7. Wang ZY, and Portis AR, Jr. (1991) A fluorometric study with 1-anilinonaphthalene-8- sulfonic acid (ANS) of the interactions of ATP and ADP with rubisco activase. Biochim Biophys Acta 1079, 263-267
  8. Thanbichler M, and Shapiro L (2006) Chromosome organization and segregation in bacteria. J Struct Biol 156, 292-303
  9. Wu LJ, and Errington J (2004) Coordination of cell division and chromosome segregation by a nucleoid occlusion protein in Bacillus subtilis. Cell 117, 915-925
  10. Shen B, and Lutkenhaus J (2010) Examination of the interaction between FtsZ and MinC N in E. coli suggests how MinC disrupts Z rings. Mol Microbiol 75, 1285-1298
  11. Stryer L (1968) Fluorescence spectroscopy of proteins. Science 162, 526-533
  12. Thanbichler M, and Shapiro L (2008) Getting organized -how bacterial cells move proteins and DNA. Nat Rev Micro 6, 28-40
  13. Sambrook J, Fritsch EF, and Maniatis T (1989) Molecular cloning. A laboratory manual. Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, New York 180.
  14. Wartlick O, Kicheva A, and Gonzalez-Gaitan M (2009) Morphogen gradient formation. Cold Spring Harb Perspect Biol 1, a001255 Literaturverzeichnis 111
  15. Terrana B, and Newton A (1975) Pattern of unequal cell division and development in Caulobacter crescentus. Dev Biol 44, 380-385
  16. Stricker J, Maddox P, Salmon ED, and Erickson HP (2002) Rapid assembly dynamics of the Escherichia coli FtsZ-ring demonstrated by fluorescence recovery after photobleaching. Proc Natl Acad Sci USA 99, 3171-3175
  17. Savage DF, Afonso B, Chen AH, and Silver PA (2010) Spatially ordered dynamics of the bacterial carbon fixation machinery. Science 327, 1258-1261
  18. Schumacher MA (2008) Structural biology of plasmid partition: uncovering the molecular mechanisms of DNA segregation. Biochem J 412, 1-18
  19. Schindelin H, Kisker C, Schlessman JL, Howard JB, and Rees DC (1997) Structure of ADP:AIF 4 --stabilized nitrogenase complex and its implications for signal transduction. Nature 387, 370-376
  20. Sharpe ME, and Errington J (1996) The Bacillus subtilis soj-spo0J locus is required for a centromere-like function involved in prespore chromosome partitioning. Mol Microbiol 21, 501-509
  21. Thompson JD, Gibson TJ, Plewniak F, Jeanmougin F, and Higgins DG (1997) The CLUSTAL_X Windows interface: flexible strategies for multiple sequence alignment aided by quality analysis tools. Nucleic Acids Res 25, 4876-4882
  22. Shen B, and Lutkenhaus J (2009) The conserved C-terminal tail of FtsZ is required for the septal localization and division inhibitory activity of MinC (C) /MinD. Mol Microbiol 72, 410- 424
  23. Woldringh CL, Mulder E, Huls PG, and Vischer N (1991) Toporegulation of bacterial division according to the nucleoid occlusion model. Res Microbiol 142, 309-320
  24. Wang D, and Portis AR, Jr. (2006) Two conserved tryptophan residues are responsible for intrinsic fluorescence enhancement in Rubisco activase upon ATP binding. Photosynth Res 88, 185-193
  25. Wu LJ, and Errington J (2003) RacA and the Soj-Spo0J system combine to effect polar chromosome segregation in sporulating Bacillus subtilis. Mol Microbiol 49, 1463-1475
  26. Scholefield G, Whiting R, Errington J, and Murray H (2011) Spo0J regulates the oligomeric state of Soj to trigger its switch from an activator to an inhibitor of DNA replication initiation. Mol Microbiol 79, 1089-1100
  27. Wu W, Park KT, Holyoak T, and Lutkenhaus J (2011) Determination of the structure of the MinD-ATP complex reveals the orientation of MinD on the membrane and the relative location of the binding sites for MinE and MinC. Mol Microbiol 79, 1515-1528
  28. Wu LJ, and Errington J (2002) A large dispersed chromosomal region required for chromosome segregation in sporulating cells of Bacillus subtilis. EMBO J 21, 4001-4011
  29. Yamaichi Y, and Niki H (2004) migS, a cis-acting site that affects bipolar positioning of oriC on the Escherichia coli chromosome. EMBO J 23, 221-233
  30. Szeto TH, Rowland SL, Rothfield LI, and King GF (2002) Membrane localization of MinD is mediated by a C-terminal motif that is conserved across eubacteria, archaea, and chloroplasts. Proc Natl Acad Sci U S A 99, 15693-15698
  31. Suefuji K, Valluzzi R, and RayChaudhuri D (2002) Dynamic assembly of MinD into filament bundles modulated by ATP, phospholipids, and MinE. Proc Natl Acad Sci U S A 99, 16776-16781
  32. Thompson SR, Wadhams GH, and Armitage JP (2006) The positioning of cytoplasmic protein clusters in bacteria. Proc Natl Acad Sci U S A 103, 8209-8214
  33. Yamaichi Y, and Niki H (2000) Active segregation by the Bacillus subtilis partitioning system in Escherichia coli. Proc Natl Acad Sci U S A 97, 14656-14661
  34. Yamaichi Y, Fogel MA, McLeod SM, Hui MP, and Waldor MK (2007) Distinct centromere-like parS sites on the two chromosomes of Vibrio spp. J Bacteriol 189, 5314-5324
  35. Toro E, Hong S-H, McAdams HH, and Shapiro L (2008) Caulobacter requires a dedicated mechanism to initiate chromosome segregation. Proc Natl Acad Sci USA 105, 15435-15440
  36. Thanbichler M (2010) Synchronization of chromosome dynamics and cell division in bacteria. Cold Spring Harb Perspect Biol 2, a000331 197.
  37. Shebelut CW, Guberman JM, van Teeffelen S, Yakhnina AA, and Gitai Z (2010) Caulobacter chromosome segregation is an ordered multistep process. Proc Natl Acad Sci U S A 107, 14194-14198
  38. Schofield WB, Lim HC, and Jacobs-Wagner C (2010) Cell cycle coordination and regulation of bacterial chromosome segregation dynamics by polarly localized proteins. EMBO J 29, 3068-3081
  39. Vecchiarelli AG, Han YW, Tan X, Mizuuchi M, Ghirlando R, Biertumpfel C, Funnell BE, and Mizuuchi K (2010) ATP control of dynamic P1 ParA-DNA interactions: a key role for the nucleoid in plasmid partition. Mol Microbiol 78, 78-91
  40. Willemse J, Borst JW, de Waal E, Bisseling T, and van Wezel GP (2011) Positive control of cell division: FtsZ is recruited by SsgB during sporulation of Streptomyces. Genes Dev 25, 89- 99
  41. Tostevin F (2011) Precision of sensing cell length via concentration gradients. Biophys J 100, 294-303
  42. Viollier PH, Thanbichler M, McGrath PT, West L, Meewan M, McAdams HH, and Shapiro L (2004) Rapid and sequential movement of individual chromosomal loci to specific subcellular locations during bacterial DNA replication. Proc Natl Acad Sci USA 101, 9257-9262
  43. Wolpert L (1969) Positional information and the spatial pattern of cellular differentiation. J Theor Biol 25, 1-47
  44. Thanbichler M, and Shapiro L (2006) MipZ, a spatial regulator coordinating chromosome segregation with cell division in Caulobacter. Cell 126, 147-162
  45. Vetter IR, and Wittinghofer A (2001) The guanine nucleotide-binding switch in three dimensions. Science 294, 1299-1304


* Das Dokument ist im Internet frei zugänglich - Hinweise zu den Nutzungsrechten