Dokument

Zusammenfassung:
EINLEITUNG: Röntgenkontrastmittel eignen sich durch ihre stärkere Absorption von Röntgenstrahlung dazu, Gefäße, die sich hinsichtlich ihrer Dichte meist kaum von ihrer Umgebung unterscheiden, kontrastreicher und damit abgrenzbarer gegenüber den umliegenden Strukturen darzustellen. Nun konnte in prälaminären Studien klinisch gezeigt werden, dass die Applikation jodhaltiger Röntgenkontrasmittel in der radiologischen Diagnostik, neben bereits bekannten systemischen Nebenwirkungen, wie der kontrastmittelinduzierten Nephropathie (CIN) als bedeutendste systemische Nebenwirkung, gerade in Kombination mit ionisierender Strahlung auch zu einer verstärkten Schädigung der DNA führen kann. Diese strahleninduzierten DNA-Schäden konnten in Form von Mikrokernen, Chromsomenaberrationen und DNA-Doppelstrangbrüchen nachgewiesen werden, wobei Doppelstrangbrüche eine der bedeutendsten Ursachen für die Entstehung von Mutationen darstellen. Ihre Reparatur ist für die Zelle schwieriger als die anderer DNA-Schäden, und wird ein Doppelstrangbruch nicht oder fehlerhaft repariert, kann dies zur Karzinogenese führen. Mit der gamma-H2AX-Methode lassen sich DNA-Doppelstrangbrüche quantifizieren, wobei ein gamma-H2AX-Focus jeweils einem DNA-Doppelstrangbruch entspricht. Aufgrund kleinerer Fallzahlen in früheren Studien sollte nun mit der vorliegenden Arbeit statistische Sicherheit bei der Frage gewonnen werden, inwieweit die Applikation von jodhaltigem Kontrastmittel im Rahmen computertomographischer Thorax-Untersuchungen einen quantitativen Einfluss auf das Auftreten von DNA-Doppelstrangbrüchen in vivo hat. MATERIAL: Das Blut von 179 Patienten mit Indikation für ein kontrastmittelgestütztes Thorax-CT (Kohorte mit Kontrastmittel) und von 66 Patienten ohne Kontrastmittelapplikation (Kohorte ohne Kontrastmittel) wurde jeweils vor und nach der computertomographischen Untersuchung analysiert. Es gab keine signifikanten Unterschiede bei Alter, Größe, Gewicht und Geschlechtsverteilung zwischen den beiden Kohorten. Aus den Blutproben wurden die Lymphozyten separiert und anschließend die DNA-Doppelstrangbrüche über die gamma-H2AX-Methode mittels Immunfluoreszenzmikroskopie sichtbar gemacht und quantifiziert. ERGEBNISSE: Der durchschnittliche Zuwachs an gamma-H2AX-Foci nach der CT-Untersuchung war in der Kohorte mit Kontrastmittelapplikation mit 0,056±0,121 Foci/Zelle (Mittelwert±Standardabweichung) mehr als doppelt so groß wie der Zuwachs in der Kohorte ohne Kontrastmittel, der bei durchschnittlich 0,027±0,113 Foci/Zelle lag. In einer schließenden Statistik mittels unabhängigem t-Test war dieser Unterschied der Mittelwerte bei gerichteter Hypothese mit p=0,044 signifikant. Da sich die beiden Kohorten hinsichtlich der erhaltenen Strahlendosis geringfügig unterschieden, wurde zusätzlich für jeden Patienten das gamma-H2AX-Foci-Level nach CT für ein angenommenes Dosisniveau in Höhe eines Dosis-Längen-Produktes (DLP) von 312 mGy*cm ermittelt. Es wurde ein DLP von 312 mGy*cm gewählt, da dies der Mittelwert aus beiden Kohorten war. Hier war der Zuwachs an gamma-H2AX-Foci mit 0,077±0,160 Foci/Zelle in der Kohorte mit Kontrastmittel mehr als dreimal so hoch wie der in der Kohorte ohne Kontrastmittel mit 0,021±0,108 Foci/Zelle. DISKUSSION: Diese Arbeit konnte zeigen, dass die Applikation von jodhaltigem Kontrastmittel im Rahmen von Thorax-CT-Untersuchungen zu einem signifikant höheren Zuwachs von gamma-H2AX-Foci führen kann. Da bei der gamma-H2AX-Methode jeder Focus einem DNA-Doppelstrangbruch entspricht, lässt sich daraus ein erhöhtes Auftreten von Doppelstrangbrüchen durch die Kontrastmittelapplikation ableiten. Dies lässt sich möglicherweise auf die zusätzlich entstehenden Sekundärelektronen zurückführen. Diese entstehen aufgrund der stärkeren Absorption von Röntgenstrahlen durch jodhaltige Kontrastmittel und könnten die DNA-schädigende Wirkung von Röntgenstrahlen verstärken. Probleme bei der Risikobewertung können sich aus der Tatsache ergeben, dass während der CT-Untersuchung nur ein Teil der Lymphozyten im Strahlenfeld liegen. Nach der Untersuchung mischen sich durch die physiologische Blutzirkulation die bestrahlten in kürzester Zeit mit unbestrahlten Lymphozyten. So entsteht eine Verdünnung des Strahlenschadens und ein geringeres Foci-Level, was zur Unterschätzung der Ergebnisse führt. Trotzdem wurde die gamma-H2AX-Methode in der Vergangenheit erfolgreich zur Quantifizierung von DNA-Doppelstrangbrüchen auch an peripheren Lymphozyten eingesetzt, was auch die vorliegende Arbeit bestätigen konnte. Letztendlich sollte aufgrund des derzeitigen Kenntnisstandes beim Einsatz von jodhaltigen Röntgenkontrastmitteln mehr als zuvor auf die strikte Einhaltung von Indikation und Dosierung geachtet und mögliche diagnostische Alternativen berücksichtigt werden.

Bibliographie / References

1. Pathe C u. a. The presence of iodinated contrast agents amplifies DNA ra- diation damage in computed tomography. eng. Contrast Media Mol Imaging 2011; 6:507–513.
2. Parvez Z u. a. Induction of mitotic micronuclei by X-ray contrast media in human peripheral lymphocytes. eng. Mutat Res 1987; 188:233–239.
3. Powell S, McMillan T. DNA damage and repair following treatment with ionizing radiation. eng. Radiother Oncol 1990; 19:95–108.
4. Takahashi A, Ohnishi T. Does gammaH2AX foci formation depend on the presence of DNA double strand breaks? eng. Cancer Lett 2005; 229:171–179.
5. Zhang Y u. a. Partial deficiency of DNA-PKcs increases ionizing radiation- induced mutagenesis and telomere instability in human cells. eng. Cancer Lett 2007; 250:63–73.
6. Burma S u. a. Role of non-homologous end joining (NHEJ) in maintaining genomic integrity. eng. DNA Repair (Amst) 2006; 5:1042–1048.
7. Joubert A u. a. Irradiation in presence of iodinated contrast agent results in radiosensitization of endothelial cells: consequences for computed tomography therapy. eng. Int J Radiat Oncol Biol Phys 2005; 62:1486–1496.
8. Helleday T. Pathways for mitotic homologous recombination in mammalian cells. eng. Mutat Res 2003; 532:103–115.
9. Jucha A u. a. FociCounter: a freely available PC programme for quantitative and qualitative analysis of gamma-H2AX foci. eng. Mutat Res 2010; 696:16– 20.
10. Wang C u. a. Frequency, management, and outcome of extravasation of nonio- nic iodinated contrast medium in 69,657 intravenous injections. eng. Radio- logy 2007; 243:80–87.
11. Grudzenski S u. a. Contrast medium-enhanced radiation damage caused by CT examinations. eng. Radiology 2009; 253:706–714.
12. Mozdarani H, Fadaei S. Similar cytogenetic effects of sodium-meglumine diatrizoate and sodium-meglumine ioxithalamate in lymphocytes of patients undergoing brain CT scan. eng. Toxicol Lett 1998; 98:25–30.
13. Redon C u. a. Histone H2A variants H2AX and H2AZ. eng. Curr Opin Genet Dev 2002; 12:162–169.
14. Rothkamm K, Löbrich M. Evidence for a lack of DNA double-strand break repair in human cells exposed to very low x-ray doses. eng. Proc Natl Acad Sci U S A 2003; 100:5057–5062.
15. Pinto M u. a. Quantification of DNA damage by PFGE: development of an analytical approach to correct for the background distribution. eng. Int J Radiat Biol 2000; 76:741–748.
16. Ager D, Dewey W. Calibration of pulsed field gel electrophoresis for measu- rement of DNA double-strand breaks. eng. Int J Radiat Biol 1990; 58:249– 259.
17. Jost G u. a. The influence of x-ray contrast agents in computed tomography on the induction of dicentrics and gamma-H2AX foci in lymphocytes of human blood samples. eng. Phys Med Biol 2009; 54:6029–6039.
18. Parvez Z u. a. Contrast media-induced chromosomal damage in human lym- phocyte cultures. eng. Invest Radiol 1986; 21:864–869.
19. Cormack A. 75 years of Radon transform. eng. J Comput Assist Tomogr 1992; 16:673.
20. Norman A u. a. Cytogenetic effects of contrast media and triiodobenzoic acid derivatives in human lymphocytes. eng. Radiology 1978; 129:199–203.
21. Rothkamm K u. a. Leukocyte DNA damage after multi-detector row CT: a quantitative biomarker of low-level radiation exposure. eng. Radiology 2007; 242:244–251.
22. Huda W u. a. Converting dose-length product to effective dose at CT. eng. Radiology 2008; 248:995–1003.
23. Cochran S u. a. Cytogenetic effects of contrast material in patients undergoing excretory urography. eng. Radiology 1980; 136:43–46.
24. Matsubara S u. a. Effects of contrast medium on radiation-induced chromo- some aberrations. eng. Radiology 1982; 144:295–301.
25. Shrimpton P u. a. National survey of doses from CT in the UK: 2003. Br J Radiol 2006; 79:968–980.
26. Böcker W, Iliakis G. Computational Methods for analysis of foci: validation for radiation-induced gamma-H2AX foci in human cells. eng. Radiat Res 2006; 165:113–124.
27. Ramsden D, Gellert M. Ku protein stimulates DNA end joining by mamma- lian DNA ligases: a direct role for Ku in repair of DNA double-strand breaks. eng. EMBO J 1998; 17:609–614.
28. Heyer C u. a. Awareness of radiation exposure of thoracic CT scans and conventional radiographs: what do non-radiologists know?. ger. Rofo 2007; 179:261–267.
29. Stephan G, Hadnagy W. Chromosomal aberrations in patients exposed to X-rays and contrast medium. eng. Eur J Radiol 1981; 1:335–337.
30. Ullrich P. Johann Radon und die Grundlagen der Computertomographie. Mathematische Semesterberichte 2 2004; 50:143–166.
31. Namasivayam S u. a. Adverse reactions to intravenous iodinated contrast me- dia: an update. eng. Curr Probl Diagn Radiol 2006; 35:164–169.
32. Müller-Werdan U, Werdan K. Anaphylaxis and allergy. Recommendations for emergency treatment. ger. Internist (Berl) 2000; 41:363–373.
33. Ward J. Biochemistry of DNA lesions. eng. Radiat Res Suppl 1985; 8:S103– S111.
34. van Gent D u. a. Chromosomal stability and the DNA double-stranded break connection. eng. Nat Rev Genet 2001; 2:196–206.
35. Adams F u. a. Chromosome damage in infants and children after cardiac ca- theterization and angiocardiography. eng. Pediatrics 1978; 62:312–316.
36. Leitz W u. a. Computed Tomography Dose Assessment -A Practical Approach. Radiation Protection Dosimetry 1995; 57:377–380.
37. Curriculum Vitae (entfernt)
38. Dudás A, Chovanec M. DNA double-strand break repair by homologous re- combination. eng. Mutat Res 2004; 566:131–167.
39. Geisel D u. a. DNA double-strand breaks after percutaneous transluminal an- gioplasty. eng. Radiology 2008; 248:852–859.
40. Khanna K, Jackson S. DNA double-strand breaks: signaling, repair and the cancer connection. eng. Nat Genet 2001; 27:247–254.
41. Rogakou E u. a. DNA double-stranded breaks induce histone H2AX phospho- rylation on serine 139. eng. J Biol Chem 1998; 273:5858–5868.
42. Pardo B u. a. DNA repair in mammalian cells: DNA double-strand break re- pair: how to fix a broken relationship. eng. Cell Mol Life Sci 2009; 66:1039– 1056.
43. Hadnagy W u. a. Enhanced yield of chromosomal aberrations in human peri- pheral lymphocytes in vitro using contrast media in X-irradiation. eng. Mutat Res 1982; 104:249–254.
44. McCullough P u. a. Epidemiology and prognostic implications of contrast- induced nephropathy. eng. Am J Cardiol 2006; 98:5K–13K.
45. Chatgilialoglu C, O'Neill P. Free radicals associated with DNA damage. eng. Exp Gerontol 2001; 36:1459–1471.
46. Fernandez-Capetillo O u. a. H2AX: the histone guardian of the genome. eng. DNA Repair (Amst) 2004; 3:959–967.
47. Gavrieli Y u. a. Identification of programmed cell death in situ via specific labeling of nuclear DNA fragmentation. eng. J Cell Biol 1992; 119:493–501.
48. Nick McElhinny S u. a. Ku recruits the XRCC4-ligase IV complex to DNA ends. eng. Mol Cell Biol 2000; 20:2996–3003.
49. ICRP. Managing patient dose in computed tomography. ICRP Publication 87. eng. Ann. ICRP 2000; 30:7–45.
50. Rogakou E u. a. Megabase chromatin domains involved in DNA double-strand breaks in vivo. eng. J Cell Biol 1999; 146:905–916.
51. Ostling O, Johanson K. Microelectrophoretic study of radiation-induced DNA damages in individual mammalian cells. eng. Biochem Biophys Res Commun 1984; 123:291–298.
52. Kanaar R u. a. Molecular mechanisms of DNA double strand break repair. eng. Trends Cell Biol 1998; 8:483–489.
53. Haber J. Partners and pathwaysrepairing a double-strand break. eng. Trends Genet 2000; 16:259–264.
54. Becker C. Prophylaxis and treatment of side effects due to iodinated contrast media relevant to radiological practice. ger. Radiologe 2007; 47:768–773.
55. Sedelnikova O u. a. Quantitative detection of (125)IdU-induced DNA double- strand breaks with gamma-H2AX antibody. eng. Radiat Res 2002; 158:486– 492.
56. González J u. a. Quantitative image analysis of gamma-H2AX foci induced by ionizing radiation applying open source programs. eng. Anal Quant Cytol Histol 2012; 34:66–71.
57. Santos Mello R u. a. Radiation dose enhancement in tumors with iodine. eng. Med Phys 1983; 10:75–78.
58. Ward J. Radiation mutagenesis: the initial DNA lesions responsible. eng. Ra- diat Res 1995; 142:362–368.
59. – Representation of a Function by Its Line Integrals, with Some Radiological Applications. Journal of Applied Physics 1963; 34:2722.
60. Redon C u. a. The use of gamma-H2AX as a biodosimeter for total-body ra- diation exposure in non-human primates. eng. PLoS One 2010; 5:e15544. Roch-Lefèvre S u. a. Quantification of gamma-H2AX foci in human lympho- cytes: a method for biological dosimetry after ionizing radiation exposure. eng. Radiat Res 2010; 174:185–194.
61. Radon J. ¨ Uber die Bestimmung von Funktionen durch ihre Integralwerte längs gewisser Mannigfaltigkeiten. Berichtë uber die Verhandlungen der Königlich
62. Callisen H u. a. Absorbed dose in the presence of contrast agents during pe- diatric cardiac catheterization. eng. Med Phys 1979; 6:504–509.
63. Matsudaira H u. a. Iodine contrast medium sensitizes cultured mammalian cells to X rays but not to gamma rays. eng. Radiat Res 1980; 84:144–148.

Das Dokument ist im Internet frei zugänglich - Hinweise zu den Nutzungsrechten